這篇綜述的目的是探討益生元的作用機制及其對成人胃腸功能疾病的影響,特別是低聚半乳糖、低聚果糖,乳果糖和新出現(xiàn)的具有益生元作用的物質(zhì),如低聚半乳糖,大豆低聚糖,低聚異麥芽糖,乳酸,抗性淀粉和多酚。
1.益生元
GIBSon和Roberfroid在1995年闡述了益生元的第一個定義:“選擇性發(fā)酵的成分,可以對胃腸道菌群的組成和/或活性進行特定的改變,從而賦予宿主健康和健康的益處” 。在2007年,糧農(nóng)組織益生元技術會議將“益生元”一詞定義為“賦予微生物調(diào)節(jié)菌群健康益處的非生存性食品成分”。2018年被納入意大利衛(wèi)生部的益生菌和益生元準則 。這一類的產(chǎn)品主要包括短鏈和長鏈果聚糖(低聚果糖(FOS)和菊粉),低聚半乳糖(GOS),和乳果糖。這些化合物如果少量(5-20 g /天)加入飲食中,會刺激雙歧桿菌和乳酸菌的生長。
2017年,在國際益生菌和益生元科學協(xié)會(ISAPP)的一次重要會議上,益生元被確定為“一種被宿主微生物選擇性利用的底物,具有健康益處”。此外,這些物質(zhì)必須顯示出特定的特征,這些特征需要通過體外和體內(nèi)實驗在不同的目標(例如動物或人類)中進行測試:(1)對胃酸的抵抗力,消化酶的水解作用和胃腸道( GI)吸收;(2)通過腸道菌群的發(fā)酵,可通過在厭氧分批或連續(xù)培養(yǎng)發(fā)酵系統(tǒng)中將各種碳水化合物添加到結腸含量的懸浮液或純細菌或混合細菌中進行體外評估; (3)促進腸道細菌生長,與健康和福祉息息相關。該定義似乎是最完整且當前使用的定義。
根據(jù)糧農(nóng)組織和意大利衛(wèi)生部的說法,益生元還必須滿足以下要求:(1)在傳統(tǒng)用途的基礎上,益生元必須對男人和女人都安全,因此不能被認為是新穎的食品(UE)2015/2283規(guī)定;(2)根據(jù)科學證據(jù),它們具有在合理的每日量被攝入,以產(chǎn)生“益生元”的效果。
正常飲食通常包含許多益生元碳水化合物。例如,菊苣根,菊芋和大蒜中大量存在菊粉型果聚糖,但在谷物如小麥中也發(fā)現(xiàn)了少量菊糖類果聚糖]。其他碳水化合物,例如大豆低聚糖,異麥芽低聚糖,木糖低聚糖,阿拉伯低聚糖,乳糖蔗糖,乳糖酸,抗性淀粉,洋車前草和半乳甘露聚糖,也可以存在于飲食中,有益生元作用。根據(jù)ISAPP共識聲明,其它物質(zhì),如多酚類和多不飽和脂肪酸,其被轉換為相應的共軛脂肪酸,可以被包括在最近的定義。
2.益生元和膳食纖維
所有的益生元都是纖維,而并非所有的膳食纖維都具有益生元的作用?!吧攀忱w維”一詞最早是在1953年提出的,但早在幾年前,纖維就已經(jīng)具有某些特性,例如通便作用,增加糞便重量和預防疾病。如今,飲食纖維與預防心血管疾病和代謝疾?。ɡ缣悄虿。逝职Y和癌癥)之間的關聯(lián)是眾所周知的。
根據(jù)2001年醫(yī)學研究所(IOM)的定義,然后在2008年由美國食品藥品監(jiān)督管理局和美國飲食營養(yǎng)協(xié)會采用,纖維可以分為:(1)膳食纖維由不可消化的碳水化合物和木質(zhì)素組成,它們是植物固有的和完整的;(2)功能性纖維,其是分離的,非消化性碳水化合物,具有有益影響對人。
2009年,食品法典委員會給出了膳食纖維的定義,次年,第九屆Vahouny纖維研討會進行了一些討論,為上述定義增加了一些問題。他們一致認為,膳食纖維中還必須包括聚合度(DP)3-9的不易消化的碳水化合物,他們列出了纖維對人體健康的有益作用:(1)降低血脂水平;(2)降低餐后血糖和胰島素水平;(3)糞便量增加,腸運輸減少;(4)微生物的發(fā)酵性。
食品法典委員會于2017年新修訂了對膳食纖維進行另一種定義:“它們是具有十個或更多單體單元的碳水化合物聚合物,不會在人類小腸內(nèi)被內(nèi)源酶水解。屬于以下類別:食用食品中天然存在的可食用碳水化合物聚合物;碳水化合物聚合物,是通過物理,酶或化學手段從食品原料中獲得的,并已證明對健康具有有益的生理作用,這是主管當局普遍接受的科學證據(jù)所證明的;合成碳水化合物聚合物對健康具有有益的生理作用。
傳統(tǒng)上,膳食纖維分為可溶性和不可溶性兩類。認為可溶性纖維對血清脂質(zhì)具有有益作用,而可溶性纖維增加糞便重量并具有通便作用。
但是,這種劃分并不總是得到科學證據(jù)的支持。此外,纖維還根據(jù)粘度和發(fā)酵性進行分類。粘性纖維能夠在腸道中形成凝膠,而可發(fā)酵纖維則被微生物群代謝。重要的是要強調(diào)對不同種類的纖維沒有嚴格的分類。
為了更好地探索膳食纖維與益生元之間的差異,重要的是要指出人的酶不能降解存在于一部分多糖中的幾種糖苷鍵,例如纖維素,半纖維素,黏液,果膠和木質(zhì)素,以及未消化的人酵素通常會在胃腸道中部分發(fā)酵。一些膳食纖維還能夠選擇性地刺激可能與健康和福祉相關的腸道細菌的生長和/或活性,并作為益生元。
膳食纖維消耗在調(diào)節(jié)微生物群中的能力已得到廣泛證明。在富含纖維的飲食(> 30 g /天)和肉類飲食之間切換會導致細菌多樣性快速變化(在24小時內(nèi))并產(chǎn)生發(fā)酵終產(chǎn)物。定期食用纖維有利于維持有益效果,旨在增強對地中海飲食的依從性的飲食策略可以帶來健康益處。Hiel等人研究在富含菊粉的蔬菜飲食結束三周后,雙歧桿菌屬和梭狀芽孢桿菌的水平已恢復到以前的水平。
3.益生元的作用機理
近幾十年來,幾項研究強調(diào)了益生元的健康益處,包括對胃腸道的影響(即,預防病原體損害或調(diào)節(jié)免疫系統(tǒng),改善腸屏障功能,減少病原菌數(shù)量)。在心血管系統(tǒng)(即降低血脂水平或對胰島素抵抗的影響),對心理健康(即影響腦功能認知,能量和代謝的代謝產(chǎn)物中產(chǎn)生的短鏈脂肪酸[SCFA] ),和骨骼(即礦物質(zhì)的生物利用度)等。
益生元可以深度調(diào)節(jié)腸道菌群。通常,在人的腸道中缺乏水解這些益生元的聚合物鍵的酶,因此它們可以抵抗小腸消化并到達結腸完整的位置,在此它們通過有益細菌(如乳酸桿菌和雙歧桿菌)進行發(fā)酵 。
由于腸道菌群已經(jīng)參與了幾種胃腸道疾病的發(fā)病機制,因此人們對飲食策略中調(diào)節(jié)菌群的興趣日益增加。由于這個原因,研究集中在益生元的使用上,因為這些多糖中的許多都可以被腸道菌群代謝,從而導致產(chǎn)生SCFA(包括乙酸鹽,丁酸鹽和丙酸鹽)。益生元對結腸微生物多樣性的作用仍在爭論中。確實,已經(jīng)進行的少數(shù)人體研究提供了關于SCFA水平的矛盾觀察。Liu等人的在健康志愿者的幫助下進行的有趣研究,發(fā)現(xiàn)在施用FOS和GOS后,丁酸鹽生產(chǎn)者的水平顯著下降,雙歧桿菌水平顯著上升,這可能是由高水平的乳酸引起的,從而造成了不適宜產(chǎn)生丁酸鹽的環(huán)境。該研究的局限性在于該干預進行了14天,而更長的干預研究可能對更好地探索益生元給藥的效果至關重要。
益生元的一個特殊優(yōu)勢是目標微生物的生長,這些微生物反過來會與對能源有害的物種競爭,并通過保護或促進有益的發(fā)酵物質(zhì)(例如具有免疫調(diào)節(jié)特性的SCFA)的產(chǎn)生來排斥它們,影響toll樣受體4信號和促炎細胞因子的產(chǎn)生。在評估的許多潛在益生元中,只有少量底物,即菊粉,F(xiàn)OS和GOS,已通過人體研究得到驗證。果聚糖、GOS和乳果糖已知是健康微生物的主要底物,與菊粉相比,果糖似乎決定了乳酸桿菌和雙歧桿菌的主要生長。
Kanner等研究表明,胃酸分泌能夠促進脂質(zhì)和其他食物物質(zhì)的氧化。根據(jù)他們的研究,飲食中的抗氧化劑(包括菊粉)可能在防止胃中脂質(zhì)過氧化中起作用。一般在膳食中補充菊粉或低聚果糖有助于保護免受氧化應激,防止與氧化應激相關的炎癥反應。
某些微生物的膳食纖維(主要是益生元)的代謝間接刺激了其他微生物的生長,而發(fā)酵產(chǎn)物反過來又變成了其他細菌生長的基質(zhì)。例如,果聚糖的主要利用者雙歧桿菌和乳酸桿菌的發(fā)酵產(chǎn)物是乳酸鹽和乙酸鹽,它們可以用作其他細菌(包括真細菌,玫瑰菌和費氏細菌)的能源,進而產(chǎn)生丁酸鹽。因此,已經(jīng)表明,飲食中果聚糖的食用與丁酸鹽含量的增加有關,即使在食用果聚糖之后細菌的主要增加并不直接產(chǎn)生丁酸鹽。
簡而言之,本節(jié)報道了迄今已知的果聚糖,GOS和乳果糖的作用機理,并最終集中于顯示益生元作用的新的有趣分子。
3.1 果聚糖
攝入果聚糖對胃腸道系統(tǒng)的第一個重要作用是調(diào)節(jié)腸道菌群:實際上,一些研究表明,菊粉對腸道中的普拉氏梭桿菌和丁酸弧菌屬的水平具有有利作用。同樣,F(xiàn)OS和GOS也被證明可以改善普拉氏梭桿菌的水平。有趣的是,在健康受試者中補充FOS的劑量反應試驗中,每天10 g劑量的益生元是能夠誘導雙歧桿菌增長的最小劑量,而對于菊粉型益生元的劑量較低,只需要2.5-5g/d。
事實證明,食用富含菊粉型果聚糖的蔬菜兩周會導致雙歧桿菌屬增加3.8倍,并且在物種水平上導致長雙歧桿菌亞種增加。長雙歧桿菌,假鏈狀雙歧桿菌,兩歧雙歧桿菌和青春雙歧桿菌等 。
果聚糖還具有比蔗糖,葡萄糖和果糖更高的抗氧化能力,表明抗氧化特性是FOS的典型特征。實際上,果聚糖抗氧化劑的能力似乎受DP和/或分子中支鏈的存在的影響。在具有低DP和支鏈果聚糖似乎有最高的抗氧化能力。由于SCFA在結腸中發(fā)酵而產(chǎn)生的作用,菊粉型果聚糖可以間接充當活性氧(ROS)的清除劑。而且,它們還可以刺激抗氧化酶谷胱甘肽S-轉移酶(GSTs)的活性。因此,菊粉型果聚糖可以直接充當ROS的強大清除劑,從而阻止病原體的生長和發(fā)育,而這些病原體可以被胃腸道抗炎反應衍生的ROS刺激。我們先前已經(jīng)證明了菊粉對離體實驗模型中脂多糖(LPS)引起的結腸平滑肌損傷的保護作用,這似乎與氧化應激的存在有關。菊粉對LPS誘導的肌肉細胞損傷的有益作用是由于這種果聚糖具有在人結腸粘膜中對比LPS誘導的氧化應激的能力。實際上,在先前的研究中已經(jīng)證明,通過菊粉治療可顯著降低LPS暴露誘導的蛋白質(zhì)氧化水平。菊粉抑制自由基(H2O2)的釋放,并且可以保護人結腸粘膜免受LPS誘導的損害(圖1)。
圖1. 菊粉型果聚糖對結腸粘膜和收縮力的抗氧化作用。
菊粉通過短鏈脂肪酸可以充當活性氧(ROS)的清除劑。菊粉還能夠調(diào)節(jié)對病原菌侵害的反應(脂多糖(LPS)),并保護腸道免受炎性過程的侵害,可能是通過上調(diào)結腸粘膜解毒酶(GST)來刺激對ROS的防御,因此菊粉可以恢復一些重要蛋白質(zhì)參與腸道平滑肌收縮水平。
虛線:抑制作用。實線:刺激作用。LPS,脂多糖。ROS,活性氧。GST,谷胱甘肽S-轉移酶。SCFA,短鏈脂肪酸。
然而,人們對菊粉對腸道肌肉功能的具體作用機制以及結腸粘膜對這種益生元的直接和/或間接反應所涉及的分子機制的了解還不清楚。
來自最近研究的數(shù)據(jù)證實了菊粉對LPS誘導的結腸粘膜氧化應激和肌肉損傷的保護作用。使用iTRAQ分析,證明菊粉恢復了炎癥過程中涉及的一些重要保護性蛋白質(zhì)的水平,并且能夠避免平滑肌收縮受損,從而防止了與腸道平滑肌收縮有關的某些蛋白質(zhì)的LPS依賴性修飾。表1總結了菊粉型益生元的一些最顯著作用。
表1. 菊粉型益生元的體外作用。
益生元
影 響
菊粉型果聚糖
刺激抗氧化酶谷胱甘肽S-轉移酶的活性
菊粉
誘導自由基O2中的清除劑活性
菊粉
防止胃中脂質(zhì)過氧化
菊粉和其他“糖樣”元素
替代維生素C作為膳食補充劑和/或限制其降解
菊粉型益生元
抑制抗壞血酸的降解
菊粉
對LPS引起的結腸肌損傷具有保護作用
LPS,脂多糖。
由于它們的抗氧化劑和抗炎活性,可以考慮將它們用于胃腸道疾病的預防和治療中,其中氧化應激起關鍵作用。
3.2 GOS
GOS通常由擁有β-半乳糖苷酶的細菌代謝,這些細菌能夠消化它們。
迄今為止,臨床研究是有限的。一項涉及59位健康志愿者的有趣的交叉對照研究以7 g /天的劑量比較了兩種類型的β-GOS(一種由益生菌產(chǎn)生的GOS與工業(yè)β-半乳糖苷酶產(chǎn)生的GOS的新型混合物),這兩者均促進了雙歧作用。對40位老年人類志愿者進行的一項雙盲,為期10周的交叉研究證實了這一點,在補充較低劑量(5.5 g /天)的β-GOS后,發(fā)現(xiàn)糞便中雙歧桿菌的含量顯著增加 。
已經(jīng)證明β-GOS混合物在調(diào)節(jié)免疫功能中起作用。在一項針對老年受試者的有趣研究中,與安慰劑相比,補充β-GOS可以增加免疫調(diào)節(jié)細胞因子IL-10,并顯著降低IL-1β表達。還已經(jīng)顯示,GOS的這種混合物能夠增加白介素8(IL-8)和C反應蛋白的血液水平,并改善自然殺傷(NK)細胞活性。最后,一項體內(nèi)研究表明,在小鼠體內(nèi)補充GOS還可以改善脂質(zhì)代謝,對血糖代謝沒有積極影響,并且在小鼠微生物區(qū)系中顯著富集了擬普雷沃菌屬,擬桿菌屬和副薩特氏菌屬 。
3.3 乳果糖
最近的一項體外研究表明,在計算機控制的人類腸道模型中,每天服用2至5克乳果糖的劑量-反應關系。在低劑量(2-3 g)下,他們觀察到雙歧桿菌增多,而在乳酸桿菌中則沒有,并且SCFA產(chǎn)量低,而最大實驗劑量(5 g /d)的施用決定了雙歧桿菌之間的正確平衡。微生物種群(雙歧桿菌,乳酸桿菌和厭氧菌)和SCFA的生產(chǎn)。通過進一步增加量(10 g /d),作者觀察到丁酸鹽產(chǎn)量的顯著減少和乙酸鹽的增加,這可能是由于雙歧桿菌種群的增長,而雙歧桿菌種群通常從其代謝過程中產(chǎn)生乙酸鹽。
酒井等對26位健康女性進行了一項有趣的研究,以測試乳果糖(1 g/d,2 g/d和3 g/d,持續(xù)2周)對排便頻率,布里斯托爾規(guī)模和雙歧桿菌數(shù)量的益生元效應(通過PCR測量) 。他們觀察到三劑乳果糖后排便頻率和雙歧桿菌的數(shù)量顯著增加,表明即使每天1克乳果糖也可能具有益生元作用。一項針對60名健康女性的隨機雙盲安慰劑對照交叉研究表明,每天2g乳果糖2周的使用對排便頻率和糞便稠度的改善有顯著影響,與排便增加有關。糞便中雙歧桿菌的數(shù)量和百分比(分別通過PCR和下一代測序測量)。
3.4 具有益生元作用的新分子
如上所述,其它物質(zhì)如低聚木糖,大豆低聚糖,低聚異麥芽糖,乳糖酸,抗性淀粉和多酚似乎發(fā)揮益生元特性。
在一項隨機臨床試驗(RCT)中觀察到了低聚木糖(XOS)的益生元和雙歧作用,在這兩種情況下,施用XOS 2和4周均確定了雙歧桿菌和丁酸鹽糞便濃度的增加。
一項針對20名健康受試者的為期6周的隨機對照試驗表明,食用補充XOS的150克大米粥(每天一次1.2克XOS)的人的糞便中乳酸桿菌和雙歧桿菌的細菌計數(shù)增加,梭菌減少,總含量不變與對照組相比,僅吃稀飯而不補充營養(yǎng)的厭氧菌計數(shù)。乳酸菌的增加與純培養(yǎng)物中的上述結果形成對比,另一項由Finegold等人對人類進行的研究,以不同的劑量(1.4 g和2.8 g)給藥,結果表明食用XOS后乳酸菌計數(shù),糞便pH和SCFA的產(chǎn)生沒有變化。
關于大豆寡糖,低聚異麥芽糖,乳糖酸,抗性淀粉的研究較少,僅對動物模型進行了體外研究或體內(nèi)研究。
大豆寡糖(棉子糖,水蘇糖,毛蕊花糖)到達結腸完好,在那里它們被從微生物群發(fā)酵,尤其是雙歧桿菌。對小鼠的體內(nèi)研究表明,在胃內(nèi)施用棉子糖低聚糖可改善有益微生物和免疫功能。
一項體內(nèi)研究顯示,攝入高脂飲食(與營養(yǎng)不良有關)后,IMO,綠茶提取物(GTE)以及IMO和GTE的組合對小鼠的影響持續(xù)了12周。已證明IMO和GTE的這種協(xié)同作用對內(nèi)臟脂肪組織,促炎性細胞因子的產(chǎn)生以及對脂質(zhì)和血糖的控制具有積極作用,并且還顯示出它可以改善胰島素,胰高血糖素和瘦素的水平。此外,這種聯(lián)系還對微生物群(乳酸桿菌,雙歧桿菌,阿克曼氏菌粘菌和玫瑰菌)產(chǎn)生積極作用,并提高了硬毛菌/擬桿菌和普氏桿菌/擬桿菌的比率。
乳糖衍生的益生元在胃腸道健康方面具有巨大潛力,尤其是在腹瀉或便秘的情況下,以及在預防炎癥性腸?。↖BD)和結腸癌方面。當乳糖衍生的益生元與益生菌結合時,對腸道的有益作用會增強。乳糖醇在治療慢性便秘方面似乎更可口且與乳果糖一樣有效,且副作用較少。例如,每天向健康受試者服用10克乳糖醇,可決定雙歧桿菌的增加以及丙酸和丁酸的產(chǎn)生,以及糞便pH的降低。該劑量可以在少數(shù)患者中確定輕度的副作用,這表明該物質(zhì)可以在不產(chǎn)生重要胃腸道癥狀的情況下獲得其益生元作用。據(jù)Ballongue等觀察,乳糖醇的發(fā)酵和利用都比乳果糖慢。另一種乳糖來源的產(chǎn)品乳糖蔗糖對雙歧桿菌具有類似的作用并降低pH值。
一項體外研究評估了乳酸自然酸(LBA)的益生元和抗炎特性,乳酸自然是在“里海酸奶”中發(fā)現(xiàn)的。Goderska等使用不同濃度的LBA,觀察細菌成比例生長,特別是對于乳酸桿菌和雙歧桿菌。LBA似乎是消化酶抗性,所以它到達結腸完好,在那里它被微生物群發(fā)酵,可能與乳糖的吸收,這可能導致的結合競爭的干擾。另一方面,LBA還具有抗炎特性,并且在對小鼠的研究中,證明了LBA的給藥與肥胖癥的減輕和更好地控制代謝參數(shù)有關。
抗性淀粉(RS)自然存在于谷物和所有含淀粉食品中。RS被分為4類消化抗性。該容量受顆粒形態(tài),直鏈淀粉-支鏈淀粉比例以及與其他食品成分的相互作用的影響。一項有趣的研究表明,RS具有雙歧化作用,增加了雙歧桿菌,擬桿菌,阿克曼菌和多菌種的濃度。此外,在體外和小鼠等的研究表明,抗性淀粉確定的增加短鏈脂肪酸。
葡甘露聚糖是存在于某些植物中的中性多糖,提取自魔芋(KGM)的葡甘露聚糖具有較高的DP(約6000),在歐洲食品工業(yè)中通常用作食品成分(E425)。它的面粉對人體健康具有許多有益的作用,例如改善血液中的膽固醇和血糖,減少便秘。此外,魔芋葡甘露聚糖似乎能夠刺激人體腸道中有益微生物的生長。Al-Ghazzewi等。在體外觀察到,魔芋水解產(chǎn)物比超高溫滅菌牛奶中的菊粉刺激乳桿菌和雙歧桿菌的生長更多。幾項研究證實了這些數(shù)據(jù),也表明減少了產(chǎn)氣莢膜梭菌和大腸桿菌 。
Harmayani等在32只小鼠中測試了14天的葡甘露聚糖作用,將其分為四組:(1)普朗葡甘露聚糖(從Oncophyllus提?。?,(2)魔芋葡甘露聚糖,(3)菊粉和(4)纖維素作為對照組。這項研究的結果表明,Porang葡甘露聚糖比魔芋葡甘露聚糖更易溶,并且能夠抑制大腸桿菌的生長并增加乳酸桿菌和雙歧桿菌。此外,該組中SCFA的產(chǎn)生也增加,盲腸pH值降低。最近的一項體外研究評估了魔芋葡甘露聚糖(KGM),低密度魔芋寡糖甘露聚糖(LKOG),高密度魔芋寡糖葡甘露聚糖(HKOG),Porang的微生物生長(特別是乳酸桿菌,雙歧桿菌,梭菌和真細菌)的差異葡甘露聚糖(PGM)和菊粉,作為陽性對照。這些作者觀察到,雙歧桿菌在KMG,HKOG,PGM和菊粉6小時后以及LKOG 24小時后增加,而乳酸菌在LKOG48小時后以及HKOG,KGM和菊粉6小時后顯著增加,但在PGM處理后沒有增加。相反,所有底物在72 h后減少了擬桿菌的殺菌活性,而LKOG和菊粉在24 h后以及在KGM和PGM的12 h后減少了梭狀芽胞桿菌。最后,作者強調(diào)LKOG被有益細菌選擇性發(fā)酵。
多酚是植物的次生代謝產(chǎn)物,是幾種植物性飲食和飲料(例如不同類型的水果和蔬菜以及葡萄酒,咖啡和茶)的重要組成部分。作為攝取多酚的小腸吸收是非常低的,大部分多酚化合物到達腸道菌群完好,通過顯示出益生元活性和抗微生物的作用來作為抗致病劑。原花青素可增加Akk的豐度。紅酒富含多酚白藜蘆醇,具有抗炎作用。已經(jīng)證明,在30天的時間內(nèi)每天攝入272 mL會導致代謝綜合征(MetS)患者的腸道菌群組成發(fā)生顯著改變。紅酒和綠茶中存在的多酚能夠減少幽門螺桿菌的致病性,抑制脲酶活性和這種細菌的生長,并破壞細菌細胞膜的完整性。一項有趣的隨機對照雙盲交叉干預研究測試了可可黃烷醇對健康個體腸道菌群組成的影響,表明雙歧桿菌和乳酸桿菌的數(shù)量顯著增加,梭菌計數(shù)減少。有趣的是,這項研究的結果還證明了血清三酰甘油和C反應蛋白的顯著降低,并且還具有抗炎作用。一項評估綠茶效果的研究在給藥10天后顯示雙歧桿菌增加,這一結果也被先前的研究證實,在該研究中,受試者接受的產(chǎn)品含有70%茶多酚的3倍。一天,持續(xù)4周。在后者的研究中,也觀察到了梭菌的明顯減少。表2總結了本綜述中提到的益生元的所有作用機理。
表2. 益生元的作用機理。
益生元的類型
結構體
行動機制
果糖(菊粉和低聚果糖,F(xiàn)OS)
果糖基果糖β(2X1)糖苷鍵(FOS DP 2–9;菊粉DP 2–60)。
↑乳桿菌和雙歧桿菌(特別是長雙歧桿菌亞種長雙歧桿菌,假鏈狀雙歧桿菌,兩歧雙歧桿菌和B.青春)生長。
^ SCFAs生產(chǎn)。
由于SCFA的作用,間接充當了活性氧(ROS)的清除劑,并可以刺激抗氧化酶的谷胱甘肽S-轉移酶(GST)的活性。
相比之下,LPS在人結腸粘膜中誘導的氧化應激。
低聚半乳糖(GOS)
由β-半乳糖苷酶轉移酶對乳糖的酶促活性商業(yè)生產(chǎn)(DP 2-8)。它是具有末端β-連接的葡萄糖單體的半乳糖聚合物]。
↑雙歧桿菌和糞便雙歧桿菌濃度增長。
可以調(diào)節(jié)免疫功能:
↑細胞因子IL-10,白介素8(IL-8)和C反應蛋白,改善自然殺傷(NK)細胞活性,以及↓IL-1β表達。
改善脂質(zhì)代謝。
豐富小鼠異生菌,擬桿菌和擬寄生物的微生物群。
乳果糖
合成的二糖半乳糖-果糖β(1-4)連接。
在低劑量下(2-3克/天),↑雙歧桿菌計數(shù),但不是乳桿菌,并確定低生產(chǎn)的短鏈脂肪酸; 5克/天決定了微生物種群(雙歧桿菌,乳酸桿菌和厭氧菌)和短鏈脂肪酸的正確平衡,而每天10克↓丁酸和醋酸↑。
乳糖酸
與半乳糖鍵合的葡萄糖酸。
↑乳酸桿菌和雙歧桿菌生長。
具有抗發(fā)炎特性,↓肥胖,改善了代謝參數(shù)。
低聚木糖(XOS)
通過β(1-4)鍵連接的木糖單元,DP為2至10。
↑雙歧桿菌(特別是乳酸雙歧桿菌和青春雙歧桿菌),乳酸桿菌和丁酸鹽糞便濃度。
↓梭菌生長。
乳酸菌計數(shù),糞便pH和SCFA產(chǎn)生均無變化。
阿拉伯寡糖(AOS)
L.阿拉伯糖基殘基的與α(1-6)連接的骨架,可以被α(1-2)和/或α(1-3)連接的L-阿拉伯糖基殘基單取代或雙取代
↑乳酸桿菌和雙歧桿菌生長。
↓ 硬毛,擬桿菌和脫硫弧菌。
↑醋酸鹽的產(chǎn)生決定了pH的降低,這可能有助于緩解UC患者的炎癥并預防爆發(fā)。
大豆低聚糖
三,四或五糖半乳糖–蔗糖α(1-6)連接
↑乳酸桿菌和雙歧桿菌生長。
↓ 梭菌和擬桿菌 。
↑免疫功能。
低聚異麥芽糖(IMO)
葡萄糖-寡糖,用2至10之間的α(1-6)鍵和DP(二,三和四糖)。
↑乳桿菌和雙歧桿菌,Akkermansia和羅斯氏生長。
改善硬毛蟲/擬桿菌和普雷沃氏菌/擬桿菌的比例。
對內(nèi)臟脂肪組織,促炎性細胞因子的產(chǎn)生以及對脂質(zhì)和血糖的控制,顯示出積極的作用,改善了胰島素,胰高血糖素和瘦素的水平。
抗性淀粉
由直鏈淀粉(α(1-4)鍵)和支鏈淀粉(α(1-6)鍵)組成的葡萄糖多糖。
^雙歧桿菌,擬桿菌屬,阿克曼菌屬和Allobactum種。
↑的SCFA生產(chǎn)。
葡甘露聚糖
甘露糖和葡萄糖的摩爾比為1.6:1,幾乎沒有半乳糖或乙酰基殘基。
↑乳酸桿菌和雙歧桿菌生長。
↓ 產(chǎn)氣莢膜梭菌和大腸桿菌的生長。
^ SCFAs生產(chǎn)。
↓糞便pH值。
改善血液膽固醇,血糖并減少便秘。
車前草
高度分支和形成凝膠的阿拉伯木聚糖,一種富含阿拉伯糖和木糖的聚合物。
↑ Fecalibacterium和Phascolarctobacterium的生長,與SCFA的產(chǎn)生有關。
↓ Christensenella,伴有大便。
↑丁酸鹽糞便濃度。
多酚類
羥基化的芳族環(huán)或苯酚環(huán)。
↑乳桿菌和雙歧桿菌 Akkermansia,羅斯氏和F. Prausnitzi生長。
↓ 梭菌生長。
抵消幽門螺桿菌抑制脲酶。
抑制促炎性介質(zhì):環(huán)氧合酶2(COX2),IL-6,腫瘤壞死因子-α(TNF-α),核因子kB(NFkB)和血管內(nèi)皮生長因子(VEGF)。
降低血清甘油三酯和C反應蛋白。
↑:增加;↓:減少。
4.益生元和胃腸道疾病
飲食攝入,微生物群和胃腸道疾?。茨c易激綜合征(IBS)和炎癥性腸病(IBDs))之間的相互作用正在出現(xiàn),部分原因是開發(fā)了更加科學和標準化的方法來檢查飲食攝入,微生物群和疾病的后果。此外,眾所周知,人們中微生物群的分布范圍很廣,幾種胃腸道疾病的特征在于不同程度的營養(yǎng)不良。
IBS是一種功能性疾病,其中微生物群被認為起關鍵作用。特別是,腹瀉型IBS中雙歧桿菌的數(shù)量相對較少,這表明在其管理中應使用益生元。這些結果可以部分解釋為什么據(jù)報道,低FODMAPs(可發(fā)酵寡糖,二糖,單糖和小兒麻痹癥)飲食排除了這些可發(fā)酵物質(zhì),可減輕IBS患者的GI癥狀,這表明找到正確的平衡的重要性。短鏈碳水化合物治療這些患者。然而,這種飲食可能有助于緩解癥狀,因為已經(jīng)證明它可以減少管腔雙歧桿菌,其在健康對照和IBS患者疼痛負相關。
在兩項研究中,補充FOS在4周和6周[19g/d的劑量為6g /d]對IBS癥狀無改善。相比之下,在最近的一項RCT中報告了FOS癥狀的改善,其中將105例診斷為輕度功能性腸病的患者隨機分為兩組,分別接受每天5g/d的短鏈FOS或5 g的安慰劑(蔗糖和麥芽糖糊精)在6周內(nèi)。盡管有這些數(shù)據(jù),最近的系統(tǒng)評價和隨機對照試驗的薈萃分析報道,成年IBS患者中益生元有效性的證據(jù)仍存在爭議,其中益生元的類型和劑量顯著影響癥狀的改善和加重。有一些證據(jù)表明,更高的劑量可能對癥狀具有負面影響。
實際上,關于GOS對功能性胃腸功能紊亂的影響的研究很少:一項單中心12周平行交叉試驗,在IBS患者中使用β-GOS(羅馬II標準),顯示出劑量依賴性每天以3.5和7.0 g /d刺激雙歧桿菌。與安慰劑相比,兩組患者接受不同劑量的益生元后的癥狀,與安慰劑相比均得到顯著改善,但每天3.5 g的劑量導致腸胃氣脹,腹脹和糞便稠度的癥狀評分較低。在一項雙盲,安慰劑對照,交叉研究,其中β-GOS 對83名出現(xiàn)胃腸道癥狀(腹痛,腹脹和腸胃氣脹)的受試者進行了治療(2.75g /天)的測試,在假設兩周后,這種益生元能夠顯著降低癥狀評分。
如前所述,β-GOS具有抗炎作用。因此,它可以解釋這些益生元對IBS患者的可能的有益作用,在IBS患者中發(fā)現(xiàn)了腸道粘膜的微觀炎癥。一項最新的體內(nèi)研究在小鼠身上測試了混合的益生元,其中包含F(xiàn)OS,GOS,菊粉和花青素(一類多酚),它通過調(diào)節(jié)微生物群對Caco-2細胞和IBS癥狀表現(xiàn)出抗炎作用。這些結果表明,一種以上益生元的協(xié)同作用可能對胃腸道癥狀有更大的影響。最近的一項薈萃分析評估了FOS和GOS對IBS癥狀的影響,發(fā)現(xiàn)這兩種類型的益生元對癥狀均無重要影響,除了GOS對整體IBS癥狀具有顯著作用但對腹痛沒有顯著影響車前子通常用于慢性便秘,因為它具有將水保留在小腸中,給糞便著色和增加排便頻率的能力。車前草對健康受試者的微生物群幾乎沒有影響,但對便秘的人有很大的有益作用。在基線時,便秘患者的脫硫弧菌水平較高,其與體內(nèi)模型中的腸蠕動降低有關。此外,健康受試者和便秘受試者的SCFA濃度也不同。車前草施用后,與SCFA產(chǎn)生相關的微生物種類增加了,而與堅硬的大便相關的克里斯滕森氏菌減少了。
IBD是一種慢性復發(fā)性多因素疾病,引起胃腸道發(fā)炎,并影響結腸和小腸,包括潰瘍性結腸炎(UC)和克羅恩?。–D)。IBD的發(fā)病機理尚未完全了解,但包括腸道微生物群在內(nèi)的遺傳和環(huán)境因素似乎都參與了。
人們對腸道營養(yǎng)不良可能與IBD相關的免疫改變有關的假說越來越感興趣,有關在胃腸道疾病中使用益生元的大多數(shù)文獻都探討了其在IBD患者中的功效。已經(jīng)證實的是共生微生物群能夠通過降低腸滲透性和增加上皮防御機制[保護粘膜炎癥。
一種新穎的治療方法以選擇性控制胃腸道微生物群的益生元為代表。實際上,據(jù)報道,每天用24克菊粉治療的慢性囊炎患者中,細菌數(shù)量顯著減少。在另一項涉及103例克羅恩氏病患者的隨機研究中,他們每天接受FOS 15 g的治療,沒有臨床改善的報道,但是固有層樹突狀細胞(DC)的IL-6減少,IL-10 DC染色增加被觀察。在單臂研究干預中,果聚糖的施用改善了10名CD患者的疾病癥狀,與雙歧桿菌濃度和白細胞介素10陽性樹突狀細胞(表達toll樣受體2的陽性率)的增加有關。和收費型受體4。這種情況突出了對粘膜樹突狀細胞功能的有益修飾。在CD患者中,還進行了另一項研究,其中在開始干預后7天服用果聚糖類藥物可減輕消化不良癥狀和腸炎性生物標志物鈣衛(wèi)蛋白的含量。Joossens等進行了兩項研究以評估果聚糖的添加效果:在第一個研究中,作者向17名健康受試者施用了20 g果聚糖4周,并觀察到長雙歧桿菌和青春雙歧桿菌的增加。同一研究小組的第二項研究評估了輕度IBD影響的67名受試者服用果聚糖10 g的情況,持續(xù)4周,它們對普拉氏梭桿菌和青春雙歧桿菌沒有影響,而活潑瘤胃球菌和長雙歧桿菌有所增加,疾病癥狀顯著改善。此外,最近的薈萃分析中有兩項研究(一項針對成年人群中的益生元,另一項針對兒童和年輕個體的研究)報告說,益生元通過緩解腸道炎癥對美沙拉嗪的反應產(chǎn)生了積極的影響。
Hafer等對31名患有IBD的受試者(包括UC和CD)進行了一項試點研究,發(fā)現(xiàn)10 g乳果糖給藥對改善UC患者的臨床癥狀和生活質(zhì)量沒有任何益處,內(nèi)窺鏡水平的顯著改變。據(jù)悉,這種差異可能與在IBD防御素缺乏癥,這是可逆的,只能在UC而不是在CD患者。
阿拉伯糖低聚糖(AOS)似乎可以減輕UC受試者的炎癥,即使只有初步結果也是如此。有趣的是,一項體外研究表明,AOS和FOS能夠刺激UC患者糞便菌群中乳酸桿菌和雙歧桿菌的增加。FOS效應明顯增加了雙歧桿菌和乳酸桿菌的含量,而AOS則呈積極趨勢,但證據(jù)并不充分。然而,AOS決定顯著降低,特別是在擬桿菌中,在硫桿菌屬中也是如此。UC患者糞便微生物群中的乳酸桿菌和雙歧桿菌的增加與醋酸鹽的高產(chǎn)量相關,這決定了pH值的降低,可能有助于減輕炎癥和預防爆發(fā)。
與基線相比,在4個月的隨機對照試驗中已證明,車前子殼對無活性UC的患者具有有益的作用,可改善癥狀,例如腹脹,腹瀉,腹痛,緊迫感,不完全排空和便秘 。一項為期一年的RCT測試了UC患者的益生元作用與藥物作用,分為車前草治療組,美沙拉嗪組和車前草和美沙拉嗪組。他們觀察到,與其他兩組相比,協(xié)同作用確定的結果更好,但意義不大。然而,車前子組增加了糞便中丁酸水平。此外,淀粉似乎還具有其他胃腸道有益作用,例如增加糞便體積,促進腸道的正常運動,降低盲腸pH ,并防止結腸粘膜層降解。
在胃腸道疾病中,大腸癌似乎也是益生元的治療靶標。系統(tǒng)評價分析了一些臨床試驗,以強調(diào)某些益生元(果聚糖,乳果糖和抗性淀粉)對結直腸癌生物標志物的作用,但除乳果糖外,他們并未發(fā)現(xiàn)益生元的攝入與結直腸癌生物標志物減少之間存在任何正相關關系,管理—研究人員發(fā)現(xiàn)它可以減少腺瘤的復發(fā)。另一方面,使用共生療法(鼠李糖乳桿菌和乳酸雙歧桿菌加菊粉)的潛在影響似乎改善腸道的完整性和上皮屏障的功能,以及降低在結腸癌患者細胞增殖的速率。但是,隨著我們對腸道菌群的了解的提高,似乎其他微生物也可以受益于益生元給藥,例如丁酸梭菌或直腸真桿菌簇,其中包括產(chǎn)細菌的丁酸,這是腸道功能的有益代謝產(chǎn)物,可潛在地預防腸癌。有趣的是,益生元的一些降解產(chǎn)物是能夠促進有益效果,并在結腸直腸癌的發(fā)展過程中對結腸上皮細胞有保護作用,抑制核因子κB的活化和組蛋白的去乙?;6∷崴坪跬ㄟ^誘導自噬和阻斷內(nèi)質(zhì)網(wǎng)應激反應而引起凋亡,從而在預防結腸癌細胞增殖中具有保護作用。
即使數(shù)據(jù)矛盾,也已研究了膳食多酚與結腸癌的預防。在動物模型中,已證明白藜蘆醇的添加會降低細菌酶的活性,例如b-葡萄糖醛酸苷酶,b-葡萄糖苷酶,b-半乳糖苷酶,粘蛋白酶和亞硝基還原酶的活性,而這種降低與結腸腫瘤發(fā)生率顯著下降有關。
5.副作用
迄今為止,尚未報告食用大多數(shù)益生元后有嚴重的副作用。
未被腸道酶水解的寡糖和多糖被腸道菌群發(fā)酵。因此,主要與它們的滲透作用有關的益生元的唯一副作用是腹瀉,腹脹,痙攣和腸胃氣脹。益生元鏈的長度在影響副作用發(fā)展中起著關鍵作用。菊糖的攝取,以液體或固體膳食,通常沒有嚴重的副作用。但是,通常,鏈較短的益生元更可能產(chǎn)生副作用,這可能是因為較短的菊粉分子主要在近端結腸中代謝,并經(jīng)歷了更快的發(fā)酵。此外,益生元的劑量會影響其安全性,事實上,低劑量(2.5-10 g /天)會引起腸胃氣脹,而高劑量(40-50 g /天)會引起滲透性腹瀉。
在腹瀉的情況下,不推薦使用主要的IBS益生元,因為它們會刺激結腸中的產(chǎn)氣,從而確定這些患者的腹脹增加。另外,在便秘患者中,沒有證據(jù)支持使用益生元。相反,對于IBD患者,諸如菊粉之類的益生元在減少腸道粘膜炎癥方面具有有益作用,因此它們可以成為這種病理狀況的有用工具。高劑量(10–20 g /天)時,乳果糖可能會引起腸胃脹氣或腹脹等不適癥狀,并因其滲透性而導致通便。乳果糖最嚴重的不良反應是腸胃氣脹,在服用2 g /天后不存在,而以劑量依賴性方式出現(xiàn),將劑量從3 g /天增加至5 g /天 。在另一項研究中,單劑量乳果糖攻擊被執(zhí)行以觀察該物質(zhì)對微生物穩(wěn)定性的影響。作者試圖通過結腸中乳果糖發(fā)酵產(chǎn)生的H2 來增加大腸桿菌的濃度,以減少腸病原體(例如沙門氏菌)。他們沒有觀察到這種效果,而單劑量50 g會引起明顯的副作用,例如腹瀉,腹脹,博爾博格米和腹痛。而且,在這項研究中,由于使用單劑量,他們沒有觀察到乳果糖的雙歧作用。這些數(shù)據(jù)證實了乳果糖的益生元效應取決于延長的給藥時間,正如Bouhnik等人以前的研究所暗示的那樣,同樣,源自乳糖的益生元的發(fā)酵也會產(chǎn)生導致患者腹脹,腸胃氣脹和腹痛的氣體。
最后,XOS在1.4和2.8 g /d的劑量下均能耐受8周的干預,且無副作用對胃腸道的影響。
6.結論
膳食中益生元的攝入似乎對腸道菌群產(chǎn)生積極影響,不僅促進有益腸道細菌的生長,而且還產(chǎn)生可能保護腸道功能的代謝產(chǎn)物。果糖(尤其是FOS和菊粉)和半乳聚糖(GOS)是文獻中研究最多的益生元,同時還需要進一步研究以更好地了解其他益生元的潛在益處,例如乳果糖,木糖,木糖,阿拉伯糖,寡糖,抗性淀粉或大豆寡糖。最近有證據(jù)表明多酚可能是胃腸道疾病中涉及的幾種病理狀況管理的新靶標。
此外,由于其抗氧化劑和抗炎活性,益生元,尤其是菊粉,可以用于預防和治療胃腸道疾病,其中炎癥和氧化應激在其發(fā)病機理中起著關鍵作用。最后,臨床前和臨床研究表明,各種膳食益生元在與腸道微生物群調(diào)節(jié)有關的獨特疾病中具有多種益處,盡管仍需要進一步的實驗證據(jù)來更好地理解所涉及的分子機制和臨床療效。實際上,很少有關于益生元在胃腸道疾病中使用的薈萃分析(表3)突顯了缺乏支持這些物質(zhì)循證使用的數(shù)據(jù),這表明在緩解胃腸道癥狀方面存在爭議。
表3. 益生元對腸易激綜合癥(IBS),炎性腸病(IBD)和結腸癌影響的最相關薈萃分析結果摘要。
薈萃分析
符合條件的RCT
益生元分析
特效
IBS
威爾遜等。2019
11
非菊粉型果聚糖益生元
腸胃氣脹嚴重程度評分的改善
菊粉型果聚糖
沒有好處
福特等。2018
2
低聚果糖
癥狀無結果
1個
高斯
減輕總體癥狀,但不減輕腹痛
Asha MZ等人。2020
3
瓜爾膠部分水解和果寡糖
沒有好處
IBD
Astó等。2019
2
菊粉型果聚糖
益生元幫助美沙拉嗪緩解腸道炎癥
結腸癌
范迪克M.2016
4
益生元纖維
數(shù)據(jù)不足
參考文獻
參考資料(可上下滑動查看)
1.
Gibson, G.R.; Roberfroid, M. Dietary modulation of the human colonic microbiota: Introducing the concept
of prebiotics. J. Nutr. 1995, 125, 1401–1402. [CrossRef] [PubMed]
2.
Pineiro, M.; Asp, N.G.; Reid, G.; Macfarlane, S.; Morelli, L.; Brunser, O.; Tuohy, K. Fao Technical Meeting on
Prebiotics. J. Clin. Gastroenterol. 2008, 42, S156–S159. [CrossRef] [PubMed]
3.
Ministero Della Salute. Linee Guida su Probiotici e Prebiotici. Revisione Marzo 2018. Available
online:
e-prebiotici-revisione-marzo-2018/ (accessed on 3 May 2018).
4.
De Vrese, M.; Schrezenmeri, J. Probiotics, prebiotics, and synbiotics. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2008, 111,
1–66. [PubMed]
5.
Macfarlane, S.; Macfarlane, G.; Cummings, J. Review article prebiotics in the gastrointestinal tract.
Aliment. Pharmacol. Ther. 2006, 24, 701–714. [CrossRef]
6.
Gibson, G.R.; Probert, H.M.; Van Loo, J.; Rastall, R.A.; Roberfroid, M.B. Dietary modulation of the human
colonic microbiota: Updating the concept of prebiotics. Nutr. Res. Rev. 2004, 17, 259–275. [CrossRef]
7.
Roberfroid, M. Prebiotics: The concept revisited. J. Nutr. 2007, 137, 830S–837S. [CrossRef] [PubMed]
8.
Gibson, G.R.; Hutkins, R.; Sanders, M.E.; Prescott, S.L.; Reimer, R.A.; Salminen, S.J.; Scott, K.; Stanton, C.;
Swanson, K.S.; Cani, P.D.; et al. Expert consensus document: The International Scientifific Association for
Probiotics and Prebiotics (ISAPP) consensus statement on the defifinition and scope of prebiotics. Nat. Rev.
Gastroenterol. Hepatol. 2017, 14, 491–502. [CrossRef]
9.
Macfarlane, G.T.; Macfarlane, S.; Gibson, G.R. Validation of a Three-Stage Compound Continuous Culture
System for Investigating the Effffect of Retention Time on the Ecology and Metabolism of Bacteria in the
Human Colon. Microb. Ecol. 1998, 35, 180–187. [CrossRef]
10.
Roberfroid, M.; Gibson, G.R.; Hoyles, L.; McCartney, A.L.; Rastall, R.; Rowland, I.; Wolvers, D.; Watzl, B.;
Szajewska, H.; Stahl, B.; et al. Prebiotic effffects: Metabolic and health benefifits. Br. J. Nutr. 2010, 104, S1–S63.
[CrossRef]
11.
Van Loo, J.; Coussement, P.; De Leenheer, L.; Hoebregs, H.; Smits, G. On the presence of inulin and
oligofructose as natural ingredients in the western diet. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 1995, 35, 525–552.
[CrossRef]
12.
Zaman, S.A.; Sarbini, S.R. The potential of resistant starch as a prebiotic. Crit. Rev. Biotechnol. 2016, 36,
578–584. [CrossRef]
13.
Slavin, J. Fiber and prebiotics: Mechanisms and health benefifits. Nutrients 2013, 5, 1417–1435. [CrossRef]
[PubMed]
14.
Yoo, J.Y.; Kim, S.S. Probiotics and Prebiotics: Present Status and Future Perspectives on Metabolic Disorders.
Nutrients 2016, 18, 173. [CrossRef] [PubMed]
15.
Lunet, N.; Lacerda-Vieira, A.; Barros, H. Fruit and vegetables consumption and gastric cancer: A systematic
review and meta-analysis of cohort studies. Cancer 2005, 53, 1–10. [CrossRef] [PubMed]
16.
Institute of Medicine. Dietary Reference Intakes: Proposed Defifinition of Dietary Fiber; National Academies Press:
Washington, DC, USA, 2001.
17.
Slavin, J.L. Position of the American Dietetic Association: Health Implications of dietary fifiber. J. Am.
Diet. Assoc. 2008, 108, 1716–1731. [PubMed]
18.
Howlett, J.F.; Betteridge, V.A.; Champ, M.; Craig Stuart, A.S.; Meheust, A.; Jones, J.M. The defifinition of dietary
fifiber—discussions at the Ninth Vahouny Fiber Symposium: Building scientifific agreement. Food Nutr. Res.
2010, 54, 5750. [CrossRef]
19.
Alimentarius Commission. Guidelines on Nutrition Labelling CAC/GL 2-1985 as Last Amended 2017, Joint
FAO/WHO Food Standards Programme; Secretariat of the Codex Alimentarius Commission, FAO: Rome,
Italy, 2017.
20.
Lo Presti, A.; Zorzi, F.; Del Chierico, F.; Altomare, A.; Cocca, S.; Avola, A.; De Biasio, F.; Russo, A.; Cella, E.;
Reddel, S.; et al. Fecal and Mucosal Microbiota Profifiling in Irritable Bowel Syndrome and Inflflammatory
Bowel Disease. Front. Microbiol. 2019, 10, 1655. [CrossRef]
21.
Den Besten, G.; Van Eunen, K.; Groen, A.K.; Venema, K.; Reijngoud, D.J.; Bakker, B.M. The role of short-chain
fatty acids in the interplay between diet, gut microbiota, and host energy metabolism. J. Lipid Res. 2013, 54,
2325–2340. [CrossRef]
22.
Hiel, S.; Bindels, L.B.; Pachikian, B.D.; Kalala, G.; Broers, V.; Zamariola, G.; Chang, B.P.I.; Kambashi, B.;
Rodriguez, J.; Cani, P.D.; et al. Effffects of a diet based on inulin-rich vegetables on gut health and nutritional
behavior in healthy humans. Am. J. Clin. Nutr. 2019, 109, 1683–1695. [CrossRef]
23.
Kleessen, B.; Hartmann, L.; Blaut, M. Oligofructose and long-chain inulin: Inflfluence on the gut microbial
ecology of rats associated with a human faecal flflora. Br. J. Nutr. 2001, 86, 291–300. [CrossRef]
24.
Walker, A.W.; Ince, J.; Duncan, S.H.; Webster, L.M.; Holtrop, G.; Ze, X.; Brown, D.; Stares, M.D.; Scott, P.;
Bergerat, A. Dominant and diet-responsive groups of bacteria within the human colonic microbiota. ISME J.
2011, 5, 220–230. [CrossRef] [PubMed]
25.
Van der Beek, C.M.; Dejong, C.H.C.; Troost, F.J.; Masclee, A.A.M.; Lenaerts, K. Role of of short-chain fatty
acids in colonic inflflammation, carcinogenesis, and mucosal protection and healing. Nutr. Rev. 2017, 75,
286–305. [CrossRef] [PubMed]
26.
Holscher, H.D. Dietary fifiber and prebiotics and the gastrointestinal microbiota. Gut Microbes 2017, 8, 172–184.
[CrossRef] [PubMed]
27.
Liu, F.; Li, P.; Chen, M.; Luo, Y.; Prabhakar, M.; Zheng, H.; He, Y.; Qi, Q.; Long, H.; Zhang, Y.; et al.
Fructooligosaccharide (FOS) and Galactooligosaccharide (GOS) increase Bififidobacterium but reduce butyrate
producing bacteria with adverse glycemic metabolism in healthy young population. Sci. Rep. 2017, 7, 11789.
[CrossRef]
28.
Watson, D.; O’Connell Motherway, M.; Schoterman, M.H.C.; Joost van Neerven, R.J.; Nauta, A.;
van Sinderen, D. Selective carbohydrate utilization by lattobacilli and bififidobacterial. J. Appl. Microbiol. 2012,
114, 1132–1146. [CrossRef]
29.
Kanner, J.; Lapidot, T. The stomach as a bioreactor: Dietary lipid peroxidation in the gastric flfluid and the
effffects of plant-derived antioxidants. Free Radic. Biol. Med. 2001, 31, 1388–1395. [CrossRef]
30.
Busserolles, J.; Gueux, E.; Rock, E.; Demigné, C.; Mazur, A.; Rayssiguier, Y. Oligofructose protects against the
hypertriglyceridemic and pro-oxidative effffects of a high fructose diet in rats. J. Nutr. 2003, 133, 1903–1908.
[CrossRef] [PubMed]
31.
Welters, C.F.M.; Heineman, E.; Thunnissen, F.B.J.M.; Van den Bogaard, A.E.J.M.; Soeters, P.B.; Baeten, C.G.M.I.
Effffect of dietary inulin supplementation on inflflammation of pouch mucosa in patients with an ileal pouch-anal
anastomosis. Dis. Colon Rectum 2002, 45, 621–627. [CrossRef] [PubMed]
32.
Dewulf, E.M.; Cani, P.D.; Claus, S.P.; Fuentes, S.; Puylaert, P.G.B.; Neyrinck, A.M.; Bindels, L.B.; de Vos, W.M.;
Gibson, G.R.; Thissen, J.P.; et al. Insight into the prebiotic concept: Lessons from an exploratory, double
blind intervention study with inulin-type fructans in obese women. Gut J. 2013, 62, 1112–1121. [CrossRef]
33.
Ramirez-Farias, C.; Slezak, K.; Fuller, Z.; Duncan, A.; Holtrop, G.; Louis, P. Effffect of inulin on the human gut
microbiota: Stimulation of Bififidobacterium adolescentis and Faecalibacterium prausnitzii. Br. J. Nutr. 2009,
101, 541–550. [CrossRef]
34.
Vandeputte, D.; Falony, G.; Vieira-Silva, S.; Wang, J.; Sailer, M.; Theis, S.; Verbeke, K.; Raes, J. Prebiotic
inulin-type fructans induce specifific changes in the human gut microbiota. Gut J. 2017, 66, 1968–1974.
[CrossRef] [PubMed]
35.
Rivière, A.; Selak, M.; Lantin, D.; Leroy, F.; De Vuyst, L. Bififidobacteria and Butyrate-Producing Colon Bacteria:
Importance and Strategies for Their Stimulation in the Human Gut. Front. Microbiol. 2016, 7, 979. [CrossRef]
[PubMed]
36.
Bouhnik, Y.; Vahedi, K.; Achour, L.; Attar, A.; Salfati, J.; Pochart, P.; Marteau, P.; Flourié, B.;
Bornet, F.; Rambaud, J.C. Short-chain fructo-oligosaccharide administration dose-dependently increases
fecal bififidobacteria in healthy humans. J. Nutr. 1999, 129, 113–116. [CrossRef] [PubMed]
37.
Bouhnik, Y.; Raskine, L.; Simoneau, G.; Paineau, D.; Bornet, F. The capacity of short-chain
fructo-oligosaccharides to stimulate faecal bififidobacteria: A dose-response relationship study in healthy
humans. Nutr. J. 2006, 5, 8. [CrossRef]
38.
Gibson, G.R.; Beatty, E.R.; Wang, X.; Cummings, J.H. Selective stimulation of bififidobacteria in the human
colon by oligofructose and inulin. Gastroenterol 1995, 108, 975–982. [CrossRef]
39.
Ramnani, P.; Gaudier, E.; Bingham, M.; Van Bruggen, P.; Tuohy, K.M.; Gibson, G.R. Prebiotic effffect of fruit
and vegetable shots containing Jerusalem artichoke inulin: A human intervention study. Br. J. Nutr. 2010,
104, 233–240. [CrossRef]
40.
Kleessen, B.; Schwarz, S.; Boehm, A.; Fuhrmann, H.; Richter, A.; Henle, T.; Krueger, M. Jerusalem artichoke
and chicory inulin in bakery products affffect faecal microbiota of healthy volunteers. Br. J. Nutr. 2007, 98,
540–549. [CrossRef]
41.
Carotti, S.; Guarino, M.P.L.; Vespasiani-Gentilucci, U.; Morini, S. Starring role of toll-like receptor-4 activation
in the gut-liver axis. World J. Gastrointest. Pathophysiol. 2015, 6, 99–109. [CrossRef]
42.
Pasqualetti, V.; Altomare, A.; Guarino, M.P.L.; Locato, V.; Cocca, S.; Cimini, S.; Palma, R.; Alloni, R.;
De Gara, L.; Cicala, M. Antioxidant activity of inulin and its role in the prevention of human colonic muscle
cell impairment induced by lipopolysaccharide mucosal exposure. PLoS ONE 2014, 9, e98031. [CrossRef]
43.
Van den Ende, W.; Valluru, R. Sucrose, sucrosyl oligosaccharides, and oxidative stress: Scavenging and
salvaging? J. Exp. Bot. 2009, 60, 9–18. [CrossRef]
44.
Stoyanova, S.; Geuns, J.; Hideg, E.; Van den Ende, W. The food additives inulin and stevioside counteract
oxidative stress. Int. J. Food Sci. Nutr. 2011, 62, 207–214. [CrossRef] [PubMed]
45.
Guarino, M.P.L.; Altomare, A.; Barera, S.; Locato, V.; Cocca, S.; Franchin, C.; Arrigoni, G.; Vannini, C.; Grossi, S.;
Campomenosi, P.; et al. Effffect of Inulin on Proteome Changes Induced by Pathogenic Lipopolysaccharide in
Human Colon. PLoS ONE 2017, 12, e0169481. [CrossRef] [PubMed]
46.
Phillips, J. Effffect of resistant starch on fecal bulk and fermentation dependent events in humans. Am. J.
Clin. Nutr. 1995, 62, 121–130. [CrossRef] [PubMed]
47.
Miene, C.; Weise, A.; Glei, M. Impact of Polyphenol Metabolites Produced by Colonic Microbiota on
Expression of COX-2 and GSTT2 in Human Colon Cells (LT97). Nutr. Cancer 2011, 63, 653–662. [CrossRef]
48.
Brummer, Y.; Kaviani, M.; Tosh, S.M. Structural and functional characteristics of dietary fifibre in beans, lentils,
peas and chickpeas. Food Res. Int. 2015, 67, 117–125. [CrossRef]
49.
Vulevic, J.; Rastall, R.A.; Gibson, G.R. Developing a quantitative approach for determining the in vitro
prebiotic potential of dietary oligosaccharides. Fems Microbiol. Lett. 2004, 236, 153–159. [CrossRef]
50.
Depeint, F.; Tzortzis, G.; Vulevic, J.; I’Anson, K.; Gibson, G.R. Prebiotic evaluation of a novel
galactooligosaccharide mixture produced by the enzymatic activity of Bififidobacterium bififidum NCIMB
41171, in healthy humans: A randomized, double-blind, crossover, placebo-controlled intervention study.
Am. J. Clin. Nutr. 2008, 87, 785–791. [CrossRef]
51.
Vulevic, J.; Juric, A.; Walton, G.E.; Claus, S.P.; Tzortzis, G.; Toward, R.E.; Gibson, G.R. Inflfluence of
galactooligosaccharide mixture (B-GOS) on gut microbiota, immune parameters and metabolomics in elderly
persons. Br. J. Nutr. 2015, 114, 586–595. [CrossRef]
52.
Cheng, W.; Lu, J.; Lin, W.; Wei, X.; Li, H.; Zhao, X.; Jiang, A.; Yuan, J. Effffects of a galacto-oligosaccharide-rich
diet on fecal microbiota and metabolite profifiles in mice. Food Funct. 2018, 9, 1612–1620. [CrossRef] [PubMed]
53.
Petuely, F. Bififidusflflora bei Flaschenkindern durch bififidogene Substanzen (Bififidusfaktor). Zeit Kinderheilk
1957, 79, 174–179. [CrossRef]
54.
Terada, A.; Hara, H.; Katoaka, M.; Mitsuoka, T. Effffect of lactulose on the composition and metabolic activity
of the human fecal flflora. Microialb Ecol. Health Dis. 1992, 5, 43–50. [CrossRef]
55.
Bouhnik, Y.; Attar, A.; Joly, F.A.; Riottot, M.; Dyard, F.; Flourié, B. Lactulose ingestion increases faecal
bififidobacterial counts: A randomized double—blind study in healthy humans. Eur. J. Clin. Nutr. 2004, 58,
462–466. [CrossRef]
56.
Ballongue, J.C.; Schumann, C.; Quignon, P. Effffects of lactulose and lactitol on colonic microflflora and
enzymatic activity. Scand. J. Gastroenterol. 1997, 32, 41–44. [CrossRef]
57.
Bouhnik, Y.; Raskine, L.; Simoneau, G.; Vicaut, E.; Neut, C.; Flourié, B.; Brouns, F.; Bornet, F.R. The capacity of
nondigestible carbohydrates to stimulate fecal bififidobacteria in healthy humans: A double-blind, randomized,
placebo-controlled, parallel-group, dose-response relation study. Am. J. Clin. Nutr. 2004, 80, 1658–1664.
[CrossRef]
58.
Tuohy, K.M.; Ziemer, C.J.; Klinder, A.; Kn?bel, Y.; Pool Zobel, B.L.; Gibson, G.R. A human volunteer study to
determine the prebiotic effffects of lactulose powder on human colonic microbiota. Microb. Ecol. Health Disease
2002, 14, 165–173. [CrossRef]
59.
Bothe, M.K.; Maathuis, A.J.H.; Bellmann, S.; van der Vossen, J.M.B.M.; Berressem, D.; Koehler, A.;
Schwejda-Guettes, S.; Gaigg, B.; Kuchinka Koch, A.; Stover, J.F. Dose—dependent prebiotic effffect of
lactulose in a computer-controlled in vitro model of the human large intestine. Nutrients 2017, 9, 767.
[CrossRef]
60.
Sakai, Y.; Seki, N.; Hamano, H.; Ochi, H.; Abe, F.; Shimizu, F.; Masuda, K.; Iino, H. A study of the prebiotic
effffect of lactulose at low dosages in healthy Japanese women. Biosci. Microbiota Food Health 2019, 38, 69–72.
[CrossRef] [PubMed]
61.
Ruszkowsi, J.; Witkowsi, J.M. Lactulose: Patient—and dose—dependent prebiotic properties in humans.
Anaerobe 2019, 59, 100–106. [CrossRef] [PubMed]
62.
Lecerf, J.M.; De′peint, F.; Clerc, E.; Dugenet, Y.; Niamba, C.N.; Rhazi, L.; Cayzeele, A.; Abdelnour, G.;
Jaruga, A.; Younes, H.; et al. Xylo-oligosaccharide (XOS) in combination with inulin modulates both the
intestinal environment and immune status in healthy subjects, while XOS alone only shows prebiotic
properties. Br. J. Nutr. 2012, 108, 1847–1858. [CrossRef] [PubMed]
63.
M?kel?inen, H.; Saarinen, M.; Stowell, J.; Rautonen, N.; Ouwehand, A.C. Xylo—oligosaccharides and lactitol
promote the growth of Bififidobacterium lactis and Lactobacillus species in pure cultures. Benef. Microbes
2010, 1, 139–148. [CrossRef]
64.
M?kel?inen, H.; Forssten, S.; Saarinen, M.; Stowell, J.; Rautonen, N.; Ouwehand, A.C. Xylo—oligosaccharides
enhance the growth of bififidobacterial and Bififidobacterium lactis in a simulated colon model. Benef. Microbes
2010, 1, 81–91. [CrossRef] [PubMed]
65.
Lin, S.-H.; Chou, L.M.; Chien, J.-S.; Lin, C.I. Prebiotic effffects of xilooligosaccharides on the improvement of
microbiota balance in human subjects. Gastroenterol. Res. Pract. 2016, 6, 1–6.
66.
Finegold, S.M.; Li, Z.; Summanen, P.H. Xylooligosaccharides increases bififidobacterial but not lactobacilli in
human gut microbiota. Food Funct. 2014, 5, 436–445. [CrossRef] [PubMed]
67. ?vejstil, R.; Musilová, ?.; Rada, V. Raffiffiffinose—series oligosaccharides in soybean products. Sci. Agric. Bohem.
2015, 46, 73–77.
68. Pérez López, E.; Cela, D.; Costabile, A.; Mateos Aparicio, I.; Rupérez, P. In vitro fermentability and prebiotic
potential of soyabean Okara by human faecal microbiota. Br. J. Nutr. 2016, 116, 1116–1124. [CrossRef]
69. Yan, M.; Xingzhuang, W.; Vigna, G.; Xianjum, M. Effffects of soybean oligosaccharides on intestinal microbial
communities and immune modulation in mice. Saudi J. Biol. Sci. 2017, 24, 114–121.
70. Kaulpiboon, J.; Rudeekulthamrong, P.; Watanasatitarpa, S.; Ito, K.; Pongsawasdi, P. Synthesis of long-chain
isomaltooligosaccharides from tapioca starch and an in vitro investigation of their prebiotic properties. J. Mol.
Catal. B 2015, 120, 127–135. [CrossRef]
71. Ketabi, A.; Dieleman, L.A.; G?nzle, M.G. Inflfluence of isomalto-oligosaccharides on intestinal microbiota in
rats. J. Appl. Microbiol. 2011, 110, 1297. [CrossRef] [PubMed]
72. Rycroft, C.E.; Jones, M.R.; Gibson, G.R.; Rastall, R.A. A comparative in vitro evaluation of the fermentation
properties of prebiotic oligosaccharides. J. Appl. Microbiol. 2001, 91, 878. [CrossRef]
73. Singh, D.P.; Singh, J.; Boparai, R.K.; Zhu, J.H.; Mantri, S.; Khare, P.; Khardori, R.; Kondepudi, K.K.; Chopra, K.;
Bishnoi, M. Isomalto-oligosaccharides, a prebiotic, functionally augment green tea effffects against high fat
diet-induced metabolic alterations via preventing gut dysbacteriosis in mice. Pharmacol. Res. 2017, 123,
103–113. [CrossRef]
74. Nath, A.; Haktanirlar, G.; Varga, á.; Molnar, M.A.; Albert, K.; Galambos, I.; Koris, A.; Vatai, G. Biological
activities of lactose-derived prebiotics and symbiotic with probiotics on gastrointestinal system. Medicina
2008, 54, 18. [CrossRef] [PubMed]
75. Maydeo, A. Lactitol or lactulose in the treatment of chronic constipation: Result of a systematic. J. Indian
Med Assoc. 2010, 108, 789–792. [PubMed]
76. Finney, M.; Smullen, J.; Foster, H.A.; Brokx, S.; Storey, D.M. Effffects of low doses of lactitol on faecal microflflora,
pH, short chain fatty acids and gastrointestinal symptomology. Eur. J. Nutr. 2007, 46, 307–314. [CrossRef]
77. Fujita, K.; Ito, T.; Kishino, E. Characteristics and applications of lactosucrose. J. Eng. Thermophys. 2009, 57,
13–21
78. Cardoso, T.; Marques, C.; Andreotti Dagostin, J.L.; Masson, M.L. Lactobionic Acid as a Potential Food
Ingredient: Recent Studies and Applications. J. Food Sci. 2019, 84, 1672–1681. [CrossRef]
79. Goderska, K. The antioxidant and prebiotic properties of lactobionic acid. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019,
103, 3737–3751. [CrossRef] [PubMed]
80. Schaafsma, G. Lactose and lactose derivatives as bioactive ingredients in human nutrition. Int. Dairy J. 2008,
18, 458–465. [CrossRef]
81. Van Dokkum, W.; Wezendonk, L.J.W.; Van Aken-Schneijder, P.; Kistemaker, I.C. The tolerance of lactobionic
acid in man. TNO Nutr. Food Res. 1994, 95, 1–22.
82. Mukherjee, R.; Yun, J.W. Lactobionic acid reduces body weight gain in diet induced obese rats by targeted
inhibition of galectin-1. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2015, 463, 1311–1316. [CrossRef]
83. Maier, T.V.; Lucio, M.; Ho Lee, L.; VerBerkmoes, N.C.; Brislawn, C.J.; Bernhardt, J.; Lamendella, R.;
McDermott, J.E.; Bergeron, N.; Heinzmann, S.S.; et al. Impact of Dietary Resistant Starch on the Human Gut
Microbiome, Metaproteome, and Metabolome. Am. Soc. Microbiol. 2017, 8, e01343-17. [CrossRef]
84. Tachon, S.; Zhou, J.; Keenan, M.; Martin, R.; Marco, M.L. The intestinal microbiota in aged mice is modulated
by dietary resistant starch and correlated with improvements in host responses. FEMS Microbiol. Ecol. 2013,
83, 299–309. [CrossRef]
85. Zhu, C.-L.; Zhao, X.-H. In vitro fermentation of a retrograded maize starch by healthy adult fecal extract and
impacts of exogenous microorganisms on three acids production. Starke 2013, 65, 330–337. [CrossRef]
86. Kalmokoffff, M.; Zwicker, B.; O’Hara, M.; Matias, F.; Green, J.; Shastri, P.; Green-Johnson, J.; Brooks, S.P.
Temporal change in the gut community of rats fed with high amylose corn starch is driven by endogenous
urea rather than strictly on carbohydrate availability. J. Appl. Microbiol. 2013, 11, 1516–1528. [CrossRef]
[PubMed]
87. Englyst, H.N.; Kingman, S.M.; Cummings, J.H. Classifification and measurement of nutritionally important
starch fractions. Eur. J. Clin. Nutr. 1992, 46, S33–S50.
88. Al-Ghazzewi, F.H.; Khanna, S.; Tester, R.F.; Piggott, J. The potential use of hydrolised konjac glucomannan as
a prebiotic. J. Sci. Food Agric. 2007, 87, 1758–1766. [CrossRef]
89. Chen, H.L.; Cheng, H.C.; Liu, Y.J.; Wu, W.T. Konjac acts as a natural laxative by increasing stool bulk and
improving colonic ecology in healthy adults. Nutrition 2006, 22, 1112–1119. [CrossRef]
90. Chen, H.L.; Cheng, H.C.; Wu, W.T.; Liu, Y.J.; Liu, S.Y. Supplementation of konjac glucomannan into a
low-fifiber Chinese diet promoted bowel movement and improved colonic ecology in constipated adults:
A placebo controlled, diet controlled trial. J. Am. Coll. Nutr. 2008, 27, 102–108. [CrossRef] [PubMed]
91. Connolly, M.L.; Lovegrove, J.A.; Tuohy, K.M. Konjac glucomannan hydrolysate benefificially modulates
bacterial composition and activity within the faecal microbiota. J. Funct. Foods 2010, 2, 219–224. [CrossRef]
92. Harmayani, E.; Aprilia, V.; Marsono, Y. Characterization of glucomannan from Amorphophallus oncophyllus
and its prebiotic activity in vivo. Carbohydr. Polym. 2014, 112, 475–479. [CrossRef]
93. Ariestanti, C.A.; Seechamnanturakit, V.; Harmayani, E.; Wichienchot, S. Optimization on production of
konjac oligo-glucomannan and their effffect on the gut microbiota. Food Sci. Nutr. 2019, 7, 788–796. [CrossRef]
94. Kawabata, K.; Yoshioka, Y.; Terao, J. Role of Intestinal Microbiota in the Bioavailability and Physiological
Functions of Dietary Polyphenols. Molecules 2019, 24, 370. [CrossRef] [PubMed]
95. Etxeberria, U.; Fernández-Quintela, A.; Milagro, F.I.; Aguirre, L.; Martínez, J.A.; Portillo, M.P. Impact of
polyphenols and polyphenol-rich dietary sources on gut microbiota composition. J. Agric. Food Chem. 2013,
61, 9517–9533. [CrossRef] [PubMed]
96. Pierre, J.F.; Heneghan, A.F.; Feliciano, R.P.; Shanmuganayagam, D.; Roenneburg, D.A.; Krueger, C.G.;
Reed, J.D.; Kudsk, K.A. Cranberry proanthocyanidins improve the gut mucous layer morphology and
function in mice receiving elemental enteral nutrition. Jpen J. Parenter. Enter. Nutr. 2013, 37, 401–409.
[CrossRef] [PubMed]
97. Baldwin, J.; Collins, B.; Wolf, P.G.; Martinez, K.; Shen, W.; Chuang, C.C.; Zhong, W.; Cooney, P.; Cockrell, C.;
Chang, E.; et al. Table grape consumption reduces adiposity and markers of hepatic lipogenesis and alters
gut microbiota in butter fat-fed mice. J. Nutr. Biochem. 2016, 27, 123–135. [CrossRef]
98. Roopchand, D.E.; Carmody, R.N.; Kuhn, P.; Moskal, K.; Rojas-Silva, P.; Turnbaugh, P.J.; Raskin, I. Dietary
polyphenols promote growth of the gut bacterium akkermansia muciniphila and attenuate high-fat
diet-induced metabolic syndrome. Diabetes 2015, 64, 2847–2858. [CrossRef]
99. Moreno-Indias, I.; Sanchez-Alcoholado, L.; Perez-Martinez, P.; Andrés-Lacueva, C.; Cardona, F.; Tinahones, F.;
Queipo-Ortu?o, M.I. Red wine polyphenols modulate fecal microbiota and reduce markers of the metabolic
syndrome in obese patients. Food Funct. 2016, 7, 1775–1787. [CrossRef]
100. Namasivayam, N. Chemoprevention in experimental animals. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2011, 1215, 60–71.
[CrossRef]
101. Lin, Y.T.; Kwon, Y.I.; Labbe, R.G.; Shetty, K. Inhibition of Helicobacter pylori and Associated Urease by
Oregano and Cranberry Phytochemical Synergies. Appl. Environ. Microbiol. 2005, 71, 8558–8564. [CrossRef]
102. Tzounis, X.; Rodriguez-Mateos, A.; Vulevic, J.; Gibson, G.R.; Kwik-Uribe, C.; Spencer, J.P. Prebiotic evaluation
of cocoa-derived flflavanols in healthy humans by using a randomized, controlled, double-blind, crossover
intervention study. Am. J. Clin. Nutr. 2011, 93, 62–72. [CrossRef]
103. Jin, J.S.; Touyama, M.; Hisada, T.; Benno, Y. Effffects of green tea consumption on human fecal microbiota with
special reference to Bififidobacterium species. Microbiol. Immunol. 2012, 56, 729–739. [CrossRef]
104. Okubo, T.; Ishihara, N.; Oura, A.; Serit, M.; Kim, M.; Yamamoto, T.; Misuoka, T. In vivo effffects of tea
polyphenol intake on human intestinal microflflora and metabolism. Biosci. Biotechnol. Biochem. 1992, 56,
588–591. [CrossRef]
105. Tzortzis, G.; Vulevic, J. Galacto-oligosaccharide prebiotics. In Prebiotics and Probiotics Science and Technology;
Springer: Berlin/Heidelberg, Germany, 2009.
106. Belorkar, S.A.; Gupta, A.K. Oligosaccharides: A boon from nature’s desk. Amb Express 2016, 6, 82. [CrossRef]
[PubMed]
107. Joossens, M.; De Preter, V.; Ballet, V.; Verbeke, K.; Rutgeerts, P.; Vermeire, S. Effffect of oligofructose-enriched
inulin (OF-IN) on bacterial composition and disease activity of patients with Crohn’s Disease: Results from a
double-blinded randomized controlled trial. Gut 2012, 61, 958. [CrossRef] [PubMed]
108. Vigsn?s, L.K.; Holck, J.; Meyer, A.S.; Rask Licht, T.In vitro fermentation of sugar beet arabino-oligosaccharides
by fecal microbiota obtained from patients with ulcerative colitis to selectively stimulate the growth of
Bififidobacterium spp. and Lactobacillus spp. Appl. Environ. Microbiol. 2011, 77, 8336–8344. [CrossRef]
[PubMed]
109. Goffiffiffin, D.; Delzenne, N.; Blecker, C.; Hanon, E.; Deroanne, C.; Paquot, M. Will Isomalto-Oligosaccharides,
a Well-Established Functional Food in Asia, Break through the European and American Market? The Status
of Knowledge on these Prebiotics. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2011, 51, 394. [CrossRef] [PubMed]
110. Seibel, J.; Buchholz, K. Tools in oligosaccharide synthesis: Current research and application. Adv. Carbohydr.
Chem. Biochem. 2010, 63, 101–163.
111. Jalanka, J.; Major, G.; Murray, K.; Singh, G.; Nowak, A.; Kurtz, C.; Silos-Santiago, I.; Johnston, J.M.;
de Vos, W.M.; Spiller, R. The Effffect of Psyllium Husk on Intestinal Microbiota in Constipated Patients and
Healthy Controls. Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 433. [CrossRef]
112. Fernandez-Banares, F.; Hinojosa, J.; Sanchez-Lombrana, J.; Navarro, E.; Martinez-Salmeron, J.;
Garcia-Puges, A.; Gonzalez-Huix, F.; Riera, J.; Gonzalez-Lara, V.; Domiguez-Abascal, F. Randomized
clinical trial of Plantago ovata Seeds (Dietary fifiber) as compared with mesalamine in maintaining remission
in ulcerative cholitis. Am. J. Gastroenterol. 1999, 94, 427–433.
113. Tsao, R. Chemistry and biochemistry of dietary polyphenols. Nutrients 2010, 2, 1231–1246. [CrossRef]
114. Davani-Davari, D.; Negahdaripour, M.; Karimzadeh, I.; Seifan, M.; Mohkam, M.; Masoumi, S.J.; Berenjian, A.;
Ghasemi, Y. Prebiotics: Defifinition, Types, Sources, Mechanisms, and Clinical Applications. Foods 2019, 8, 92.
[CrossRef]
115. Ooi, S.L.; Correa, D.; Pak, S.C. Probiotics, prebiotics, and low FODMAP diet for irritable bowel syndrome.
What is the current evidence? Complementary Ther. Med. 2019, 43, 73–80. [CrossRef] [PubMed]
116. Staudacher, H.M.; Lomer, M.C.; Anderson, J.L.; Barrett, J.S.; Muir, J.G.; Irving, P.M.; Whelan, K. Fermentable
carbohydrate restriction reduces luminal bififidobacteria and gastrointestinal symptoms in patients with
irritable bowel syndrome. J. Nutr. 2012, 142, 1510–1518. [CrossRef] [PubMed]
117. Staudacher, H.M.; Whelan, K. Altered gastrointestinal microbiota in irritable bowel syndrome and its
modifification by diet: Probiotics, prebiotics and the low FODMAP diet. Proc. Nutr. Soc. 2016, 75, 306–318.
[CrossRef] [PubMed]
118. Rajilic-Stojanovic, M.; Biagi, E.; Heilig, H.G.; Kajander, K.; Kekkonen, R.A.; Tims, S.; de Vos, W.M. Global
and deep molecular analysis of microbiota signatures in fecal samples from patients with irritable bowel
syndrome. Gastroenterology 2011, 141, 1792–1801. [CrossRef] [PubMed]
119. Jalanka-Tuovinen, J.; Salonen, A.; Nikkila, J.; Immonen, O.; Kekkonen, R.; Lahti, L.; Palva, A.; de Vos, W.M.
Intestinal microbiota in healthy adults: Temporal analysis reveals individual and common core and relation
to intestinal symptoms. PLoS ONE 2011, 6, e23035. [CrossRef]
120. Hunter, J.O.; Tuffffnell, Q.; Lee, A.J. Controlled trial of oligofructose in the management of irritable bowel
syndrome. J. Nutr. 1999, 129, 1451S–1453S. [CrossRef]
121. Olesen, M.; Gudmand-H?yer, E. Effiffifficacy, safety, and tolerability of fructooligosaccharides in the treatment of
irritable bowel syndrome. Am. J. Clin. Nutr. 2000, 72, 1570–1575. [CrossRef]
122. Paineau, D.; Payen, F.; Panserieu, S.; Coulombier, G.; Sobaszek, A.; Lartigau, I.; Brabet, M.; Galmiche, J.-P.;
Tripodi, D.; Sacher-Huvelin, S.; et al. The effffects of regular consumption of short-chain fructo-oligosaccharides
on digestive comfort of subjects with minor functional bowel disorders. Br. J. Nutr. 2008, 99, 311–318.
[CrossRef]
123. Wilson, B.; Rossi, M.; Dimidi, E.; Whelan, K. Prebiotics in irritable bowel syndrome and other functional
bowel disorders in adults: A systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Am. J.
Clin. Nutr. 2019, 109, 1098–1111. [CrossRef]
124. Wilson, B.; Whelan, K. Prebiotic inulin-type fructans and galacto-oligosaccharides:defifinition, specifificity,
function, and application in gastrointestinal disorders. Gastroenterology 2017, 32, 64–68.
125. Whelan, K. Probiotics and prebiotics in the management of irritable bowel syndrome: A review of recent
clinical trials and systematic reviews. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care 2011, 14, 581–587. [CrossRef]
[PubMed]
126. Cammarota, G.; Ianiro, G.; Cianci, R.; Bibbò, S.; Gasbarrini, A.; Currò, D. The involvement of gut microbiota
in inflflammatory bowel disease pathogenesis: Potential for therapy. Pharmacol. Ther. 2015, 149, 191–212.
[CrossRef] [PubMed]
127. Silk, D.B.A.; Davis, A.; Vulevic, J.; Tzortzis, G.; Gibson, G.R. Clinical trial: The effffects of a
trans-galactooligosaccharide prebiotic on faecal microbiota and symptoms in irritable bowel syndrome.
Aliment. Pharmacol. Ther. 2009, 29, 508–518. [CrossRef] [PubMed]
128. Vulevic, J.; Tzortzis, G.; Juric, A.; Gibson, G.R. Effffect of a prebiotic galactooligosaccharide mixture (B-GOS?)
on gastrointestinal symptoms in adults selected from a general population who suffffer with bloating,
abdominal pain, or flflatulence. Neurogastroenterol. Motil. 2018, 11, e13440. [CrossRef] [PubMed]
129. Chen, Q.; Ren, Y.; Lu, J.; Bartlett, M.; Chen, L.; Zhang, Y.; Guo, X.; Liu, C. A Novel Prebiotic Blend Product
Prevents Irritable Bowel Syndrome in Mice by Improving Gut Microbiota and Modulating Immune Response.
Nutrients 2017, 9, 1341. [CrossRef]
130. Ford, A.C.; Harris, L.A.; Lacy, B.E.; Quigley, E.M.; Moayyedi, P. Systematic review with meta-analysis:
The effiffifficacy of prebiotics, probiotics, synbiotics and antibiotics in irritable bowel syndrome.
Aliment. Pharmacol. Ther. 2018, 48, 1044–1060. [CrossRef]
131. Pandey, K.R.; Naik, S.R.; Vakil, B.V. Probiotics, prebiotics and synbiotics-a review. J. Food Sci. Technol. 2015,
52, 7577–7587. [CrossRef]
132. Carroll, I.M.; Ringel-Kulka, T.; Siddle, J.P.; Ringel, Y. Alterations in Composition and Diversity of the Intestinal
Microbiota in Patients with Diarrhea-Predominant Irritable Bowel Syndrome. Neurogastroenterol. Motil. 2012,
24, 521.e248–530.e248. [CrossRef]
133. Hedin, C.; Whelan, K.; Lindsay, J.O. Evidence for the use of probiotics and prebiotics in inflflammatory bowel
disease: A review of clinical trials. Proc. Nutr. Soc. 2007, 66, 307–315. [CrossRef]
134. Sutherland, L.; Singleton, J.; Sessions, J.; Hanauer, S.; Krawitt, E.; Rankin, G.; Summers, R.; Mekhjian, H.;
Greenberger, N.; Kelly, M. Double blind, placebo controlled trial of metronidazole in Crohn’s disease. Gut
1991, 32, 1071–1075. [CrossRef]
135. Borgaonkar, M.; MacIntosh, D.; Fardy, J.; Simms, L. Anti-tuberculous therapy for maintaining remission of
Crohn’s disease. Cochrane Database Syst. Rev. 2000, CD000299. [CrossRef]
136. Looijer–van Langen, M.A.C.; Dieleman, L.A. Prebiotics in Chronic Intestinal Inflammation. Inflamm. Bowel Dis.
2009, 15, 454–462. [CrossRef]
137. Benjamin, J.L.; Hedin, C.R.H.; Koutsoumpas, A.; Ng, S.C.; McCarthy, N.E.; Hart, A.L.; Kamm, M.A.;
Sanderson, J.D.; Knight, S.C.; Forbes, A.; et al. Randomised, double-blind, placebo-controlled trial of
fructo-oligosaccharides in active Crohn’s disease. Gut 2011, 60, 923–929. [CrossRef]
138. Lindsay, J.O.; Whelan, K.; Stagg, A.J.; Gobin, P.; Al-Hassi, H.O.; Rayment, N.; Kamm, M.A.; Knight, S.C.;
Forbes, A. Clinical Microbiological and Immunological Effffects of Fructo-Oligosaccharide in patients with
Crohn’s Disease. Gut 2006, 55, 348–355. [CrossRef] [PubMed]
139. Casellas, F.; Borruel, N.; Torrejon, A.; Varela, E.; Antolin, M.; Guarner, F.; Malagelada, J.-R. Oral
oligofructose-enriched inulin supplementation in acute ulcerative colitis is well tolerated and associated
with lowered faecal calprotectin. Aliment. Pharmacol. Ther. 2007, 25, 1061–1067. [CrossRef] [PubMed]
140. Joossens, M.; Huys, G.; Van Steen, K.; Cnockaert, M.; Vermeire, S.; Rutgeerts, P.; Verbele, K.; Vandamme, P.;
De Preter, V. High-Throughput Method for Comparative Analysis of Denaturing Gradient Gel Electrophoresis
Profifiles from Human Fecal Samples reveals signifificant increases in two bififidobacterial species after inuli-type
prebiotic intake. FEMS Microbiol. Ecol. 2011, 75, 343–349. [CrossRef]
141. Astó, E.; Méndez, I.; Audivert, S.; Farran-Codina, A.; Espadaler, J. The Effiffifficacy of Probiotics, Prebiotic
Inulin-Type Fructans, and Synbiotics in Human Ulcerative Colitis: A Systematic Review and Meta-Analysis.
Nutrients 2019, 11, 293. [CrossRef]
142. Hafer, A.; Kramer, S.; Duncker, S.; Kruger, M.; Manns, M.P.; Bischoffff, S.C. Effffect of oral lactulose on
clinical and immunohistocemical parameters in patients with inflflammatory bowel disease: A pilot study.
BMC Gastroenterol. 2007, 7, 36. [CrossRef]
143. Fellerman, K.; Wehkamp, J.; Herrlinger, K.R.; Stange, E.F. Chron’s disease: A defensin defificiency syndrome?
Eur. J. Gastroenterol. Hepatol. 2003, 15, 627–634. [CrossRef] [PubMed]
144. Szilagy, A.; Rivard, J.; Shrier, I. Diminished effiffifficacy of colonic adaptation to lactulose occurs in patients with
inflflammatory bowel disease in remission. Dig. Dis. Sci. 2002, 47, 2811–2822. [CrossRef]
145. Hallert, C.; Kaldma, M.; Petersson, B. Ispaghula Husk may relieve gastrointestinal symptoms in ulcerative
colitis in remission. Scand. J. Gastroenterol. 1991, 26, 747–750. [CrossRef] [PubMed]
146. Charrier, J.A.; Martin, R.J.; McCutcheon, K.L.; Raggio, A.M.; Goldsmith, F.; Goita, M.; Senevirathne, R.N.;
Brown, I.L.; Pelkman, C.; Zhou, J.; et al. High fat diet partially attenuates fermentation responses in rats fed
resistant starch from high amylose maize. Obesity 2013, 21, 2350–2355. [CrossRef] [PubMed]
147. Toden, S. Resistant starch prevent colonic DNA damage induced by high dietary cooked red meat or casein
in rats. Cancer Biol. Ther. 2006, 5, 267–272. [CrossRef] [PubMed]
148. Clark, M.J.; Robien, K.; Slavin, J.L. Effffect of prebiotics on biomarkers of colorectal cancer in humans:
A systematic review. Nutr. Rev. 2012, 70, 436–443. [CrossRef] [PubMed]
149. Barbier de La Serre, C.; Ellis, C.L.; Lee, J.; Hartman, A.L.; Rutledge, J.C.; Raybould, H.E. Propensity to high-fat
diet-induced obesity in rats is associated with changes in the gut microbiota and gut inflflammation. Am. J.
Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2010, 299, G440–G448. [CrossRef] [PubMed]
150. Candela, M.; Guidotti, M.; Fabbri, A.; Brigidi, P.; Franceschi, C.; Fiorentini, C. Human intestinal microbiota:
Cross-talk with the host and its potential role in colorectal cancer. Crit. Rev. Microbiol. 2011, 37, 1–14.
[CrossRef] [PubMed]
151. Hernot, D.C.; Boileau, T.W.; Bauer, L.L.; Middelbos, I.S.; Murphy, M.R.; Swanson, K.S.; Fahey Jr, G.C. In vitro
fermentation profifiles, gas production rates, and microbiota modulation as affffected by certain fructans,
galactooligosaccharides, and polydextrose. J. Agric. Food Chem. 2009, 57, 1354–1361. [CrossRef]
152. Zhou, Z.; Zhang, Y.; Zheng, P.; Chen, X.; Yang, Y. Starch structure modulates metabolic activity and gut
microbiota profifile. Anaerobe J. 2013, 24, 71–78. [CrossRef]
153. Hamer, H.M.; Jonkers, D.; Venema, K.; Vanhoutvin, S.; Troost, F.; Brummer, R.J. Review article: The role of
butyrate on colonic function. Aliment. Pharmacol. Ther. 2008, 27, 104–119. [CrossRef]
154. Zhang, J.; Yi, M.; Zha, L.; Chen, S.; Li, Z.; Li, C.; Gong, M.; Deng, H.; Chu, X.; Chen, J.; et al. Sodium Butyrate
Induces Endoplasmic Reticulum Stress and Autophagy in Colorectal Cells: Implications for Apoptosis.
PLoS ONE 2016, 11, e0147218. [CrossRef]
155. Kumar Singh, A.S.; Cabral, C.; Kumar, R.; Ganguly, R.; Kumar Rana, H.; Gupta, A.; Lauro, M.R.; Carbone, C.;
Reis, F.; Pandey, A.K. Benefificial Effffects of Dietary Polyphenols on Gut Microbiota and Strategies to Improve
Delivery Effiffifficiency. Nutrients 2019, 11, 2216. [CrossRef] [PubMed]
156. Sengottuvelan, M.; Nalini, N. Dietary supplementation of resveratrol suppresses colonic tumour incidence
in 1,2-dimethylhydrazine-treated rats by modulating biotransforming enzymes and aberrant crypt foci
development. Br. J. Nutr. 2006, 96, 145–153. [CrossRef] [PubMed]
157. Niness, K.R. Inulin and oligofructose: What are they? J. Nutr. 1999, 129, 1402S–1406S. [CrossRef] [PubMed]
158. Ford, A.C.; Quigley, E.M.; Lacy, B.E.; Lembo, A.J.; Saito, Y.A.; Schiller, L.R.; Soffffer, E.E.; Spiegel, B.M.;
Moayyedi, P. Effiffifficacy of prebiotics, probiotics, and synbiotics in irritable bowel syndrome and chronic
idiopathic constipation: Systematic review and meta-analysis. Am. J. Gastroenterol. 2014, 109, 1547–1561.
[CrossRef] [PubMed]
159. Akram, W.; Garud, N.; Joshi, R. Role of inulin as prebiotics on inflflammatory bowel disease. Drug Discov. Ther.
2019, 13, 1–8. [CrossRef] [PubMed]
160. Sakai, Y.; Seki, N.; Hamano, K.; Ochi, H.; Abe, F.; Masuda, K.; Iino, H. Prebiotic effffect of two grams of lactulose
in healthy Japanese women: A randomized, double-blind, placebo-controlled crossover trial. Benef. Microbes
2019, 10, 629–639. [CrossRef]
161. Mizota, T.; Mori, T.; Yaeshima, T.; Yanagida, T.; Iwatsuki, K.; Ichibashi, M.; Tamura, Y.; Fukuwatari, Y. Effffects
of low dosages of lactulose on the intestinal function of healthy adults. Milchwissenschaft 2002, 57, 312–315.
162. Wotzka, S.Y.; Kreuzer, M.; Maier, L.; Zünd, M.; Schlumberger, M.; Nguyen, B.; Fox, M.; Pohi, D.; Heinrich, H.;
Rogler, G.; et al. Microbiota stability in healthy individuals after single-dose lactulose challenge-a randomized
controlled study. PLoS ONE 2018, 13, e0206214. [CrossRef]
163. Asha, M.Z.; Khalil, S.F.H. Sultan Effiffifficacy and Safety of Probiotics, Prebiotics and Synbiotics in the Treatment
of Irritable Bowel Syndrome: A systematic review and meta-analysis. Qaboos Univ. Med. J. 2020, 20, e13–e24.
[CrossRef]
164. Van Dijk, M.; Pot, G.K. The effffects of nutritional interventions on recurrence in survivors of colorectal
adenomas and cancer: A systematic review of randomised controlled trials. Eur. J. Clin. Nutr. 2016, 70,
566–573. [CrossRef]
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